細胞克隆實驗的操作方法

細胞克隆形成實驗是用來檢測細胞增殖能力、侵襲性、對殺傷因素敏感性等項目的重要技術方法。克隆形成依據采用的培養介質的不同，可分為平板克隆和軟瓊脂克隆兩類。那么你知道這兩種細胞克隆實驗的操作方法嗎？讓我們一起來看看吧！

一、平板克隆

1. 所需材料

基礎培養基（根據細胞選擇適用種類）

胎牛血清、胰蛋白酶、PBS、青霉素-鏈霉素溶液（100X）、多聚甲醛固定、結晶紫染液、Giemsa染液、

2. 實驗步驟

（1）6孔板

1）將處于對數生長期的細胞胰酶消化后，wan全培養基（基礎培養基+10%胎牛血清）重懸成細胞懸液，并計數；

2）細胞接種：于6孔板培養板中各實驗組接種400-1,000個細胞/孔（根據細胞生長情況確定，一般為700個細胞/孔）;

3）繼續培養到14天或絕大多數單個克隆中細胞數大于50為止，中途每隔3天進行換液并觀察細胞狀態；

4）克隆完成后，在顯微鏡下對細胞進行拍照，然后PBS洗滌1次，每孔加入1 mL 4%多聚甲醛固定30-60 min，PBS洗滌1次；

5）每孔加入結晶紫染液1ml，染細胞10-20 min；

6）PBS 洗滌細胞數次，晾干，數碼相機拍照（分別對整個六孔板及每個孔進行單獨拍照）。

（2）平皿

1）取對數生長期的各組細胞，分別用0.25%胰蛋白酶消化并吹打成單個細胞，并把細胞懸浮在wan全培養基（基礎培養基+10%胎牛血清）中備用。

2）將細胞懸液作梯度倍數稀釋，每組5個平行樣。每組細胞每皿分別接種100個細胞于含10ml 37℃預溫培養液的皿中，并輕輕轉動，使細胞分散均勻。

3）置37℃、5% CO2及飽和濕度的細胞培養箱中培養2～3周。

4）當培養皿中出現肉眼可見的克隆時，終止培養。棄去上清液，用PBS小心浸洗2次。

5）加純甲醇或1:3醋酸/甲醇5ml，固定15分鐘。

6）去固定液，加適量Giemsa應用染色液染10～30分鐘

7）用流水緩慢洗去染色液，空氣干燥。

8）將平皿倒置并疊加一張帶網格的透明膠片，用肉眼直接計數克隆，或在顯微鏡（低倍鏡）計數大于10個細胞的克隆數。最后計算克隆形成率。

克隆形成率=（克隆數/接種細胞數）×100%

3. 數據分析

顯微鏡下觀察陽性克隆，即每個克隆>50個細胞，相機拍照，數克隆數（大小約在0.3-1.0 mm）計算克隆形成率，并統計克隆大小。

二、軟瓊脂克隆形成

軟瓊脂克隆形成又名非錨定依賴性生長實驗Anchorage-independent assay，利用軟瓊脂為培養介質，使細胞在懸浮狀態下生長。
某些惡性腫瘤細胞，不僅在貼壁狀態下能增殖，在懸浮狀態下也能增殖，進而通過軟瓊脂中形成克隆的能力反映了惡性程度，可用于細胞分化的基礎研究和臨床腫瘤治療的療效檢驗等方面。

1. 實驗步驟

1）配制1.2% 和0.7%瓊脂，高壓滅菌后，維持在42℃中使其不會凝固；

2）將1.2% 瓊脂與2×培養基混合，鋪入6孔板作為下層膠，每孔1.5ml，37°C孵育30 min使之凝固；

3）將制備好的單細胞懸液與0.7%瓊脂充分混勻，加入6孔板作為上層膠，每孔1.5ml。待其凝固后，再在上面加入培養基，每3天更換一次；

4）根據細胞的生長速度培養2~3周后顯微鏡下觀察克隆大小，與平板克隆一樣，每個克隆>50個細胞，顯微鏡拍照。若拍整個孔，每孔加入200μl氯化硝基四氮唑藍（NBT）染色，37°C過夜，拍照。

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